Research progress of hydrolases catalyzing amide drugs
-
摘要:
酰胺键是将分子中的氨基和羧基脱水缩合形成的分子键，其在药物结构设计中较为常见。酰胺键的稳定性受到多种因素的影响，使得酰胺类药物的药代动力学行为呈明显的代谢异质性。本文围绕酰胺类药物的药代动力学行为，提出水解酶在机体空间的表达和活性可能是引起酰胺类药物的药代动力学存在种属差异的重要原因之一，并归纳常见的水解酰胺类药物的酶或蛋白，为酰胺类药物的结构设计及临床研究提供参考；提出体外评价体系选择不当可能是导致药物药代动力学特征出现体内-体外不一致性的重要原因，总结目前用于评价药物体外代谢体系，为药物临床前评价提供参考。
Abstract:Amide bond is formed by dehydration and condensation of amino and carboxyl groups in a molecule, which is used in structural design of drugs. The stability of the amide bond is affected by many factors, which make the pharmacokinetic behaviors of amide drugs complicated by metabolic heterogeneity. This review proposes that the expression and activity of hydrolase may be one of the important reasons for the obvious differences in the pharmacokinetics of amides among species, summarizes the common metabolic enzymes or proteins responsible for hydrolyzing amides so as to provide some reference for the structural design and further clinical study of amide drugs, and suggests that improper selection of in vitro evaluation systems may be an important cause for the inconsistency between between in vitro and in vivo pharmacokinetic characteristics of drugs, with a summary of the currently used in vitro drug metabolism systems for drug evaluation, aiming to provide a basis for preclinical evaluation of drugs.
-
Keywords:
- amide drugs /
- pharmacokinetics /
- hydrolase
-
癌症是由遗传和表观遗传的累积改变驱动的，研究表明，表观遗传异常是人类癌症的普遍特征[1]。表观遗传学（epigenetics）是指在DNA序列未改变时，基因的表达与功能发生可逆的、可遗传的改变，包括DNA甲基化、组蛋白修饰、非编码RNA以及核小体重塑[2]。组蛋白修饰是表观遗传学的重要研究方向，组蛋白分为H2A、H2B、H3和H4，它们与DNA组成染色质的基本构成单位——核小体。这些组蛋白，尤其是H3和H4，极易发生乙酰化、磷酸化、甲基化、泛素化、腺苷酸化和ADP核糖基化等共价修饰。组蛋白的甲基化主要发生在组蛋白赖氨酸残基上，由组蛋白甲基转移酶（histone methyl transferase，HMT）和组蛋白去甲基化酶（histone demethylase，HDM）催化完成，在转录调控和维持基因组稳定性方面起着关键作用[3]。由于甲基化修饰形成的C-N键化学性质非常稳定，组蛋白甲基化原来被认为是不可逆的。直到2004年Shi等[4]发现了赖氨酸特异性去甲基化酶1（lysine specific demthylase 1，LSD1），确定了组蛋白甲基化的过程是可逆的，为组蛋白的表观遗传修饰提供了新思路。研究表明，LSD1在许多肿瘤细胞中异常高表达，阻碍癌症分化进程，促进癌细胞增殖、转移和侵袭，并与不良预后相关。因此，使LSD1失活或下调其表达成为研发新型抗肿瘤药物的方向[5]。
1. LSD1的结构、作用机制及其生物学功能
1.1 LSD1的结构
LSD1又名KIAA0601、KDM1、AOF2或BHC110，是一类依赖黄素腺嘌呤二核苷酸（flavin adenine dinucleotide，FAD）的单胺氧化酶的同源酶，能够特异性去除组蛋白H3第4位和第9位赖氨酸（histone H3 lysine 4/9，H3K4/9）的单、双甲基。LSD1由3部分结构组成，包括N端的SWIRM结构域、中心突出的Tower结构域和C端的胺氧化酶（amino oxidase like domain，AOD）结构域（图1-A）[6]。以下以组蛋白H3（1-7）和LSD1-CoREST复合物的晶体结构为例，对LSD1的结构进行介绍。
![]()
图 1 LSD1/CoREST复合物的晶体结构（PDB:2UXN）A: LSD1/CoREST复合物的整体结构；B: SWIRM结构域与AOD结构域接触的界面；C: FAD结合区中重要的氨基酸；D: 组蛋白H3（1-7）与LSD1的作用模式1.1.1 Tower结构域
Tower结构域由C端AOD结构域伸出的两条反向平行的α螺旋（Sα1和Sα2）组成（图1-A），为沉默转录因子CoREST提供结合位点[6]。LSD1本身不能使核小体去甲基化，但LSD1能够与CoREST形成稳定的LSD1-CoREST复合物，该复合物对核小体底物具有较强的去甲基化活性。Tower结构域起到“桥梁”的作用，LSD1通过Tower招募CoREST蛋白后，可以催化核小体组蛋白赖氨酸的去甲基化[7]。
1.1.2 SWIRM结构域
SWIRM结构域由6个长的α螺旋和2个链状的β折叠组成，主要通过参与蛋白-蛋白相互作用来调节染色质重塑和组蛋白修饰，有助于LSD1行使其催化功能以及维持结构稳定性。在结构上，SWIRM结构域（包含αA、αB和αE）与AOD结构域（包含αA、αB和αM）的C末端尾部接合（图1-B），通过范德华力和疏水作用力紧密堆积在一起[6]。
1.1.3 AOD结构域
C端AOD结构域被Tower结构划分为2个功能区，即FAD结合区和底物结合区。在它们的界面处产生一个比较大的空腔，为LSD1的催化活性中心。FAD结合区由α螺旋和β折叠构成，FAD的结合位置及其配位氨基酸具有高度保守性。如图1-C，FAD的黄素环位于由Val317、Gly330、Ala331、Met332、Val333、Phe538、Leu659、Asn660、Lys661、Trp695、Ser749、Ser760和Tyr761等氨基酸组成的疏水口袋中，这些氨基酸和FAD对底物的精确识别和定位非常重要[8]。在FAD结合口袋附近，由6个β折叠和6个α螺旋形成了一个空腔，即为LSD1的底物结合口袋，该口袋与组蛋白底物结合并发挥催化作用。如图1-D，组蛋白H3肽的2~6位氨基酸经过连续转折最终形成“蛇形”构象进入底物结合口袋。组蛋白H3 N端的Ala1位于由Ala539、Asn540、Trp552、Asp553、Asp555和Asp556组成的带负电的口袋中，并与Asp553和Asn540形成氢键和静电相互作用；Arg2与Asp556形成氢键；Lyp4与Ala539、Tyr761和His564形成氢键；Gln5与Gln358、Asn535也存在氢键作用。这些相互作用一方面使LSD1能够准确地识别组蛋白H3，另外也能让H3K4的N-甲胺部分位于FAD还原性异丙嗪环的正上方（图1-D），保证去甲基化反应的顺利进行[9]。
1.2 LSD1特异性去甲基化作用机制
由于LSD1催化的去甲基化需要底物赖氨酸N-甲基上有孤对电子存在，故LSD1只可去除二甲基和单甲基的赖氨酸残基。如图2所示，经FAD氧化，底物组蛋白赖氨酸N-甲基的氢质子转移给FAD，生成亚胺离子中间体。随后，中间体被水分子进攻生成去甲基化的赖氨酸和1分子的甲醛。FAD得到氢质子后转化成FADH-，随即被氧气氧化为FAD和H2O2。
位于FAD结合区带正电荷的Lys661在整个去甲基化过程中起着重要作用。Lys661具有将氧分子引导到催化位点的“门控”功能。Lys661通过一个保守的水分子与FAD的N5原子以氢键形式连接（图3）。当O2分子扩散至FADH-的N5原子5~7Å时，会迅速置换连接Lys661侧链和FADH-的水分子。通过这种方式，氧分子可以插在Lys661和结合的组蛋白H3肽之间，靠近FADH-的边缘或表面，将FADH-氧化成FAD和H2O2[10−11]。
1.3 LSD1的生物学功能
LSD1通过募集不同的蛋白质发挥不同的生理功能。当它与CoREST、C-末端结合蛋白1（C-terminal-blinding protein1，CtBP1）和核小体重塑脱乙酰酶（nucleosome remodeling and deacetylase，NuRD）等蛋白结合形成复合物时，LSD1通过催化H3K4me2和H3K4me1的去甲基化发挥转录抑制的作用；与雄激素受体（androgen receptor，AR）和雌激素受体（estrogen receptor，ER）相互作用时，LSD1通过去甲基化H3K9me2和H3K9me1作为转录共激活剂，促进基因转录。此外，LSD1的神经元特异性异构体LSD1n通过催化H4K20me2的去甲基化实现对神经元调节基因的转录激活。LSD1还能调节非组蛋白底物的表达，包括DNA甲基转移酶1（DNA methyltransferase 1，DNMT1）、肿瘤抑制蛋白p53、肌球蛋白磷酸酶靶向亚基1（MYPT1）、信号转导和转录激活因子（signal transducers and activators of transcription 3，STAT3）以及E2F转录因子1（E2F transcription factor 1，E2F1）等。综上所述，LSD1通过调节组蛋白与非组蛋白基因的表达，参与各种细胞过程，包括细胞分化和增殖、上皮间质转化（epithelial-mesenchymal transition，EMT）；它的失调与肿瘤的侵袭和转移密切相关，包括急性髓细胞白血病（acute myelocytic leukemia，AML）、结直肠癌（cell resource center，CRC）、小细胞肺癌（small cell lung cancer，SCLC）、前列腺癌（prostatic cancer，PC）等[12−30]。
除此之外，LSD1还能够与各种细胞蛋白相互作用，产生不同的生物学效应。例如：LSD1作为抑癌因子FBXW7（F-box and WD repeat domain-containing 7，FBXW7）的假底物，触发FBXW7自身泛素化和降解，对FBXW7进行负调控[31]；以非甲基化的方式保护雌激素相关受体α（estrogen-related receptor α，ERRα）不被蛋白酶依赖性降解[32]；在妇科癌症中发现LSD1以非催化的方式破坏p62蛋白的稳定并抑制自噬[33]。然而，对于LSD1非去甲基化的生物学功能和机制还有待进一步探索。
2. LSD1抑制剂的研究进展
随着LSD1机制研究的深入，LSD1抑制剂的开发也有了较大进展。LSD1抑制剂按照结构可分为tranylcypromine（TCP）类衍生物、多胺类衍生物、多肽类衍生物、黄酮类化合物、五元杂环类、六元杂环类、稠杂环化合物及其他类化合物。对于多肽类化合物，最初因SNAIL1具有与组蛋白H3底物N端相似的氨基酸序列，而作为内源性抑制剂备受人们关注[34]。但是，深入研究发现这类化合物生物利用度低、分子量过大且容易被体内的多种酶水解导致代谢不稳定，近几年研究较少，不再过多阐述；本文主要介绍小分子LSD1抑制剂的研究进展。根据抑制剂与LSD1的结合模式及作用机制不同，现有的LSD1抑制剂可分为不可逆LSD1抑制剂和可逆LSD1抑制剂两种类型。
2.1 不可逆LSD1抑制剂
TCP是临床上用于治疗抑郁症的单胺氧化酶（monoamine oxidase，MAO）抑制剂（MAO-A，Ki = 102 μmol/L；MAO-B，Ki = 16 μmol/L）。因为LSD1和MAO是同源蛋白，所以TCP对LSD1也有一定的抑制活性（Ki = 243 μmol/L）[35−36]。TCP通过单电子转移机制使环丙基环均裂共价结合于FAD的C4或N5位，经水解得到4种不同的TCP-FAD加合物，不可逆的抑制LSD1。如图4所示，FAD−TCP加合物的周围分布着3个疏水口袋，这为TCP的结构修饰提供了空间和作用位点[37]。
由于TCP-FAD加合物的苯环靠近由His812和Thr335等疏水性氨基酸组成的疏水口袋（蓝色），所以在苯环上引入氟原子、溴原子等卤素会增强对LSD1的抑制活性，如化合物1和化合物2（图5）。另外，由于在LSD1分子中苯环所处位置的空腔大于MAO，因此，在苯环上引入体积较大的疏水性基团可以增强对LSD1的抑制活性和选择性如化合物3、化合物4、化合物5和化合物6，在苯环对位通过酰胺键或醚键连接含芳环或芳杂环等大基团时，化合物对LSD1的抑制活性和选择性有明显提升。
对TCP的胺基进行结构修饰也可以显著提高对LSD1的抑制活性，一般是对胺基进行烷基化修饰，在其烷基链上引入极性取代基如氨基、羧基等，伸入周围的疏水空腔内与氨基酸形成氢键，增强化合物与FAD形成加合物的稳定性，如化合物7。
TCP的结构修饰主要集中在苯环和胺基上，考虑到立体化学对其活性造成的影响，结构修饰得到的化合物多为反式外消旋衍生物。环丙烷是发挥共价结合的关键基团，结构修饰较少，当在环丙烷的α或β位引入小体积的烷基时可以增强对LSD1的抑制活性，如化合物8。
迄今为止，发现了多个LSD1不可逆抑制剂[36]，其中ORY-1001、ORY-2001、INCB059872、IMG-7289、GSK2879552和TAK-418已进入临床阶段（图6）。在GSK2879552治疗SCLC的Ⅰ期临床试验中，GSK2879552会引发脑病致患者死亡，目前关于GSK2879552的临床试验均已被终止[38]。目前临床试验进展较快，已进入Ⅱ期临床试验阶段的LSD1抑制剂有ORY-1001、ORY-2001和IMG-7289。
由Oryzon Genomics公司开发的ORY-1001是一种高效和高选择性的LSD1抑制剂，IC50为18 nmol/L[39]。2018年9月7日，该公司开展了ORY-1001与阿扎胞苷（azacitidine）联用治疗AML的临床试验，结果显示：73%的患者在联合用药后AML症状得到缓解，最常见的不良反应是血小板减少症。2020年，一项Ⅱ期临床试验结果表明，当ORY-1001与铂-依托泊苷联合治疗SCLC时，患者的无进展生存期可长达15个月。
ORY-2001是Oryzon Genomics公司开发的另一种LSD1/MAO-B双靶点抑制剂，对LSD1的抑制活性为1.6 nmol/L，具有较好的口服生物利用度和血脑屏障渗透性，临床上主要用于治疗各种神经系统疾病[35]。
IMG-7289是由Imago BioSciences公司研发的LSD1抑制剂（IC50 = 10 nmol/L）。2022年3月8日，该公司完成了一项用IMG-7289治疗骨髓纤维化（myelofibrosis，MF）的Ⅱ期临床研究。在该研究中，IMG-7289具有良好的耐受性，能够减小MF患者的脾脏体积，同时改善贫血[40]。2023年3月23日，完成了用IMG-7289治疗原发性血小板增多症（essential thrombocythemia，ET）的Ⅱ期临床研究。结果表明：ET患者对IMG-7289显示出良好的耐受性，IMG-7289能够减少血小板的数量、降低白细胞计数，同时维持血红蛋白的数量。在接受至少6周治疗的患者中，81%的患者外周血细胞计数完全正常，且无疾病复发迹象[41]。
2.2 可逆LSD1抑制剂
LSD1不可逆抑制剂可能会与含有FAD结构的非靶标蛋白质进行共价结合，从而增加不可预期的毒性反应风险。可逆的LSD1抑制剂通过以氢键、范德华力和疏水作用力等形式与LSD1结合。近年来，已经有多个可逆LSD1抑制剂被报道，其中CC-90011和SP-2577（图7）已经进入临床试验阶段[42]。根据抑制剂的结合位点，将可逆LSD1抑制剂分为FAD竞争性和非FAD竞争性LSD1抑制剂两种类型。
2.2.1 FAD竞争性LSD1抑制剂
FAD是LSD1的辅助因子，LSD1需要与FAD结合后才能发挥催化组蛋白的去甲基化作用。因此，与FAD具有相似结构特征或骨架的化合物可以与FAD竞争结合位点，进而抑制LSD1的活性。
2020年，Ma等[43]设计合成了一系列5-氰基-6-苯基嘧啶衍生物。分子对接表明（图8），该类化合物通过竞争性占据FAD（黄色）的结合位点来抑制LSD1的活性。当在化合物9的结构上引入酰脲基团延伸三唑环的侧链，酰脲基中的氧原子与LSD1中的Thr624和Arg316形成两个氢键，对LSD1的活性显著增强。进一步结构修饰得到化合物10，其对LSD1的IC50为183 nmol/L。
2020年，He等[44]报道了一类含有苯并呋喃酰基腙结构的LSD1抑制剂。化合物11对LSD1表现出显著的抑制活性，IC50为14.4 nmol/L（图9-A）。分子对接表明：化合物11（绿色）占据FAD（黄色）的结合位点（图9-B）。苯并呋喃上的羟基与Asp555形成氢键，呋喃环上的氧原子与Phe560形成氢键，羰基与His564形成氢键。体外抗肿瘤活性表明，化合物11对MGC-803、U-87MG、PANC-1、HT-29和MCF-7等肿瘤细胞株表现出较强的抗增殖活性。
抗精神病药物氯丙嗪和FAD具有相似的结构。2023年，Dai等[45]发现氯丙嗪对LSD1具有抑制活性，IC50为5.135 μmol/L。对氯丙嗪进行结构修饰发现侧链末端为吗啉，并且侧链长度为二个亚甲基时（化合物12），对LSD1的抑制活性最强，IC50为0.247 μmol/L（图10-A）。相较于LSD2以及MAO-A/B，化合物12对LSD1具有较好的选择性。对接结果表明，化合物12占据FAD的结合位点，吩噻嗪与氨基酸Met332和Ala331形成π−H相互作用（图10-B）。因此，吩噻嗪母核可作为新型LSD1抑制剂开发的先导化合物。
2.2.2 非FAD竞争性LSD1抑制剂
非FAD竞争性LSD1抑制剂大多作用于LSD1的催化活性中心，不与FAD发生共价结合或竞争作用。这类抑制剂通过阻断H3底物被识别来抑制LSD1的去甲基化活性。
Celgene公司开发的CC-90011（图11-A）是第一个进入临床试验的可逆的LSD1抑制剂（IC50=0.25 nmol/L）。研究表明，CC-90011对THP-1（EC50=7 nmol/L）以及Kasumi-1细胞（EC50=2 nmol/L）表现出显著的抗增殖活性。目前正在进行CC-90011与nivolumab联合用药治疗小细胞肺癌或鳞状非小细胞肺癌的Ⅱ期临床试验[46]。
![]()
图 11 “Y”型构象化合物的结构以及CC-90011与LSD1的结合模式A: “Y”型构象的化合物的结构；B: CC-90011（绿色）与LSD1的结合模式图（PDB:6W4K）CC-90011与LSD1-CoREST的晶体复合物已经被解析出来（图11-B），该化合物以“Y”型构象与LSD1结合，随后多个类似化合物被开发出来，如化合物13、化合物14和化合物15（图11-A）。该类化合物与FAD的作用模式与CC-90011相似（图12）：中心母核多为含氮杂环或苯并杂环，能够与FAD或空腔内的氨基酸形成π-π或π-H相互作用；R1部分用不同的碱基片段修饰，和Asp555或Asp552形成氢键或盐桥作用；在R2部分引入疏水性基团，与Gln358、His564和Trp695等氨基酸形成疏水作用；分子中的氰基可与LSD1中的关键氨基酸Lys661形成氢键，在R3部分适当引入卤素进行取代，可能会对其活性造成影响；在R4部分引入极性小基团进行取代，可与LSD1空腔内的氨基酸形成更多的相互作用有利于活性的提升。
化合物16（图13-A）早期作为组蛋白H3K9甲基转移酶G9a和G9a-like的抑制剂。研究表明化合物16对LSD1具有较强的抑制活性，IC50为0.243 μmol/L[47]。分子对接显示，化合物16与带负电荷的Asp555、Asp557和Glu559之间存在静电相互作用，多个化合物16之间通过π-π堆积重叠在一起阻塞底物与FAD接触（图13-B）。将化合物16支链末端的苯环替换为萘环得到化合物17（图13-A），其对LSD1的IC50达到0.075 μmol/L。化合物17与Asp555、Asp556、Asp557和Glu559形成氢键，还与Trp552、Asp556、Phe558和Tyr761之间存在疏水作用力（图13-C）。这些相互作用增强了化合物17对LSD1的抑制活性，同时化合物17对THP-1和MDA-MB-231的抗增殖作用也明显增强[48]。
![]()
图 13 化合物16和化合物17的结构及其与LSD1的结合模式A: 化合物16和化合物17的结构；B: 化合物16（绿色）与LSD1的结合模式（PDB:5L3E）；C: 化合物17（绿色）与LSD1的结合模式（PDB:6TUY）2020年，Romussi等[49]报道了一种 噻吩并吡咯类的LSD1抑制剂。该课题组以化合物18为先导化合物，在咪唑环的R1位用一系列的小烷基进行取代，发现引入环丁烷得到的化合物对LSD1的抑制活性最好。随后在咪唑环的R2位引入不同链长的末端环胺。其中，化合物19（图14-A）对LSD1表现出较好的抑制活性，IC50为0.190 nmol/L。分子对接表明，化合物19以“U”形构象与LSD1结合，其噻吩并吡咯基团与Val333、Thr335和Leu659等氨基酸形成疏水作用，与FAD的黄素环之间形成π-π相互作用，哌啶环的氨基与Asp555和Asp556形成氢键，环丁烷位于由Phe538、Leu659、Lys661和Trp695组成的疏水口袋中（图14-B）。化合物19能够有效抑制白血病细胞系THP-1和MV4-11的增殖，在体内实验中也表现出较强的抗肿瘤效果。
3. 总结与展望
LSD1作为一个表观遗传相关的药物靶点，自被发现以来，迅速成为了医药研究领域的热点。近年来，LSD1抑制剂的研究取得了较大的进展，越来越多的药物进入临床试验，并在肿瘤和神经系统疾病的治疗中表现出了较大的治疗潜力。
目前开发出来的LSD1抑制剂主要分为可逆和不可逆两种类型，不可逆抑制剂对多种疾病尤其是SCLC和AML表现出较好的治疗潜力，但其较差的选择性会引起潜在的毒性。相对来讲，可逆抑制剂更有利于避免不良反应。目前已经有可逆抑制剂进入临床研究阶段，例如CC-9001和SP-2577对LSD1都表现显著的抑制活性，为新型LSD1抑制剂的开发提供了思路。因此，开发新型高效低毒的可逆LSD1抑制剂是LSD1抑制剂的研究方向。另外，在LSD1中除了高度保守的催化活性中心，LSD1其他的结构域（例如：LSD1的SWIRM/AOD、CoREST/Tower和AOD/Tower界面的铰链区）也能够与各种蛋白、核酸相互作用，对LSD1发挥去甲基化以及非去甲基化功能有着重要作用。因此，靶向这些结构域来开发LSD1抑制剂也是重要研究方向。
抑癌基因在肿瘤细胞中的表达受多种因素影响，作用机制复杂。联合使用LSD1抑制剂和其他药物以及设计多靶点抑制剂可以从不同方面抑制肿瘤的生长增殖，改善治疗效果，并减少其耐药性。临床上维奈托克（venetoclax）和阿扎胞苷（azacitidine）联用是治疗老年AML患者的传统方法。CC-90011与这两种药物联用可以增强对LSD1的抑制活性以及维奈托克和阿扎胞苷的敏感性（NCT04748848）。另外，由于LSD1的非去甲基化功能在肿瘤的发生发展过程中也发挥着重要的作用，PROTAC技术可以直接降解LSD1，因此，设计开发基于LSD1的降解剂可以完全抑制LSD1的功能，有利于增强其抗肿瘤活性。虽然目前尚未有LSD1抑制剂上市，但数据已经证明了LSD1是一个优秀的肿瘤治疗靶点，随着研究的不断深入，LSD1必定在肿瘤的治疗中取得新的突破。
-
表 1 催化酰胺水解酶系总结
酶 表达部位 底 物 抑制剂 参考文献 CES1 肝、肺、脂肪 4-硝基苯乙酸酯，对硝基苯酚乙酸酯（PNPA），D-荧光素甲酯，哌醋甲酯(MPH)，利多卡因，可卡因，氯吡格雷，奥司他韦，咪达普利 双-(4-硝基苯基)磷酸(BNPP)，苯基甲基磺酰氟化物(PMSF)，洋地黄皂苷，辛伐他汀，阿立哌唑，奋乃静，硫利达嗪，氟西汀，替米沙坦 [10, 15, 19−21, 29, 70−72] CES2 小肠、肾、肝 4-硝基苯乙酸酯，PNPA，荧光素双醋酸，伊立替康，普鲁卡因，氟他胺 BNPP，PMSF，地尔硫䓬，维拉帕米，辛伐他汀，替米沙坦，毒扁豆碱，长春碱 [10, 15, 21, 29, 70, 73] AADAC 肠道、肝、肾 4-硝基苯乙酸酯，PNPA，非那西丁，利福霉素，氟他胺，酮康唑，茚地普隆 BNPP，PMSF，长春碱，替米沙坦，毒扁豆碱 [10, 15, 27, 31, 70, 73] BChE 肝、血液、肠道 可卡因，班布特罗，伊立替康，美维库铵，琥珀酰胆碱 毒扁豆碱，四异丙基焦磷酸亚胺（iso-OMPA），他克林，贝那替嗪、苯丙胺，他汀类药物 [10, 74] Cathepsin B 组织 —a 氟甲基酮，洛昔他汀，氮嘧啶肽，寡核苷酸 [75] AO 肝、肾、肺 卡巴折伦，O6-苄基鸟嘌呤，酞嗪，扎来普隆 雷洛昔芬，甲萘醌，β-雌二醇 [12] FAAH 肠道 内源性大麻素，N-花生四烯酰乙醇酰胺，2-花生四烯酸甘油（2-AG），棕榈酰乙醇酰胺（PEA），油酰胺，油酰乙醇酰胺 —b [13] 血浆蛋白 血浆 环磷酰胺，烟酸酯，硝基乙酰苯胺，α/β-萘乙酸酯，阿司匹林，酮洛芬葡萄糖醛酸酯 地西泮，棕榈酸 [51] CES1：羧酸酯酶1； CES2：羧酸酯酶2； AADAC：芳香乙酰胺脱乙酰基酶； BChE：丁酰胆碱酯酶； Cathepsin B：组织蛋白酶B； AO：醛氧化酶； FAAH：脂肪酰胺水解酶； —a：底物常以特定酰胺键（肽键）结构显示； —b：目前暂未发现抑制剂药物 
下载: 导出CSV
表 2 肝肠体外研究体系或方法汇总
代谢部位 研究体系或方法 优 势 局 限 参考文献 肝脏 肝微粒体、胞浆、S9 制备容易，操作简单 体系酶缺失，与体内代谢相差较大 [54−56] 肝细胞 一定程度保留肝脏功能 制备技术及培养条件复杂 [58−59] 类器官技术 模拟肝脏发育以及肝脏疾病的发生 培育周期较长，可重复性、均一性较低 [60−61] 离体肝灌流法 具有肝脏正常生理活性和生化功能，排除其他器官干扰 技术和设备要求较高 [62–63] 肝切片法 保留器官的组织结构和细胞结构，更好反应药物在体内的代谢 [64] 肠道 肠微粒体、胞浆、S9 制备较容易，操作简单 代谢酶类少，易失活，研究结果与体内代谢相差较大 [65] 肠细胞 基本保留了肠黏膜上皮细胞中代谢酶的活性 制备产量低，存活时间有限，代谢酶活性比肠黏膜低 [17, 28, 66−67] 类器官技术 模仿真实肠道器官的特征 培育周期较长，可重复性、均一性较低 [68] 冷冻肠黏膜系统 保留肠黏膜上皮细胞及黏膜的代谢酶 制备技术复杂 [67–68] 肠切片法 保留器官的组织结构和细胞结构，更好反应药物在体内的代谢 技术和设备要求较高 [65]
下载: 导出CSV
-
[1] Husain A, Monga J, Narwal S, et al. Prodrug rewards in medicinal chemistry: an advance and challenges approach for drug designing[J]. Chem Biodivers, 2023, 20(11): e202301169. doi: 10.1002/cbdv.202301169
[2] Mckertish CM, Kayser V. A novel dual-payload ADC for the treatment of HER2+ breast and colon cancer[J]. Pharmaceutics, 2023, 15(8): 2020. doi: 10.3390/pharmaceutics15082020
[3] Ichikawa T, Yamada T, Treiber A, et al. Cross-species comparison of the metabolism and excretion of selexipag[J]. Xenobiotica, 2019, 49(3): 284-301. doi: 10.1080/00498254.2018.1444814
[4] Zhuang Y, Sun QS, Jing T, et al. Contributions of intestine and liver to the absorption and disposition of FZJ-003, a selective JAK1 inhibitor with structure modification of filgotinib[J]. Eur J Pharm Sci, 2022, 175: 106211. doi: 10.1016/j.ejps.2022.106211
[5] Namour F, Anderson K, Nelson C, et al. Filgotinib: a clinical pharmacology review[J]. Clin Pharmacokinet, 2022, 61(6): 819-832. doi: 10.1007/s40262-022-01129-y
[6] Meng A, Anderson K, Nelson C, et al. Exposure-response relationships for the efficacy and safety of filgotinib and its metabolite GS-829845 in subjects with rheumatoid arthritis based on phase 2 and phase 3 studies[J]. Br J Clin Pharmacol, 2022, 88(7): 3211-3221. doi: 10.1111/bcp.15239
[7] Tilg H, Adolph TE, Trauner M. Gut-liver axis: Pathophysiological concepts and clinical implications[J]. Cell Metab, 2022, 34(11): 1700-1718. doi: 10.1016/j.cmet.2022.09.017
[8] Basit A, Neradugomma NK, Wolford C, et al. Characterization of differential tissue abundance of major non-CYP enzymes in human[J]. Mol Pharm, 2020, 17(11): 4114-4124. doi: 10.1021/acs.molpharmaceut.0c00559
[9] Song YR, Li CX, Liu GZ, et al. Drug-metabolizing cytochrome P450 enzymes have multifarious influences on treatment outcomes[J]. Clin Pharmacokinet, 2021, 60(5): 585-601. doi: 10.1007/s40262-021-01001-5
[10] Fukami T, Yokoi T. The emerging role of human esterases[J]. Drug Metab Pharmacokinet, 2012, 27(5): 466-477. doi: 10.2133/dmpk.DMPK-12-RV-042
[11] Fan PW, Zhang DL, Halladay JS, et al. Going beyond common drug metabolizing enzymes: case studies of biotransformation involving aldehyde oxidase, γ-glutamyl transpeptidase, cathepsin B, flavin-containing monooxygenase, and ADP-ribosyltransferase[J]. Drug Metab Dispos, 2016, 44(8): 1253-1261. doi: 10.1124/dmd.116.070169
[12] Sodhi JK, Wong S, Kirkpatrick DS, et al. A novel reaction mediated by human aldehyde oxidase: amide hydrolysis of GDC-0834[J]. Drug Metab Dispos, 2015, 43(6): 908-915. doi: 10.1124/dmd.114.061804
[13] Capasso R, Matias I, Lutz B, et al. Fatty acid amide hydrolase controls mouse intestinal motility in vivo[J]. Gastroenterology, 2005, 129(3): 941-951. doi: 10.1053/j.gastro.2005.06.018
[14] Zhuang Y, Wang YX, Li N, et al. Hydrolytic metabolism of withangulatin A mediated by serum albumin instead of common esterases in plasma[J]. Eur J Drug Metab Pharmacokinet, 2023, 48(4): 363-376. doi: 10.1007/s13318-023-00834-8
[15] Shimizu M, Fukami T, Nakajima M, et al. Screening of specific inhibitors for human carboxylesterases or arylacetamide deacetylase[J]. Drug Metab Dispos, 2014, 42(7): 1103-1109. doi: 10.1124/dmd.114.056994
[16] Sato Y, Miyashita A, Iwatsubo T, et al. Simultaneous absolute protein quantification of carboxylesterases 1 and 2 in human liver tissue fractions using liquid chromatography-tandem mass spectrometry[J]. Drug Metab Dispos, 2012, 40(7): 1389-1396. doi: 10.1124/dmd.112.045054
[17] Imai T. Human carboxylesterase isozymes: catalytic properties and rational drug design[J]. Drug Metab Pharmacokinet, 2006, 21(3): 173-185. doi: 10.2133/dmpk.21.173
[18] Xu J, Qiu JC, Ji X, et al. Potential pharmacokinetic herb-drug interactions: have we overlooked the importance of human carboxylesterases 1 and 2?[J]. Curr Drug Metab, 2019, 20(2): 130-137. doi: 10.2174/1389200219666180330124050
[19] Yan MC, Zhang Z, Liu ZM, et al. Catalytic hydrolysis mechanism of cocaine by human carboxylesterase 1: an orthoester intermediate slows down the reaction[J]. Molecules, 2019, 24(22): 4057. doi: 10.3390/molecules24224057
[20] Wang YQ, Shang XF, Wang L, et al. Interspecies variation of clopidogrel hydrolysis in liver microsomes from various mammals[J]. Chem Biol Interact, 2020, 315: 108871. doi: 10.1016/j.cbi.2019.108871
[21] Kisui F, Fukami T, Nakano M, et al. Strain and sex differences in drug hydrolase activities in rodent livers[J]. Eur J Pharm Sci, 2020, 142: 105143. doi: 10.1016/j.ejps.2019.105143
[22] Di L. The impact of carboxylesterases in drug metabolism and pharmacokinetics[J]. Curr Drug Metab, 2019, 20(2): 91-102. doi: 10.2174/1389200219666180821094502
[23] Sitbon O, Channick R, Chin KM, et al. Selexipag for the treatment of pulmonary arterial hypertension[J]. N Engl J Med, 2015, 373(26): 2522-2533. doi: 10.1056/NEJMoa1503184
[24] Klose H, Chin KM, Ewert R, et al. Temporarily switching from oral to intravenous selexipag in patients with pulmonary arterial hypertension: safety, tolerability, and pharmacokinetic results from an open-label, phase III study[J]. Respir Res, 2021, 22(1): 34. doi: 10.1186/s12931-020-01594-8
[25] Ichikawa T, Yamada T, Treiber A, et al. Pharmacokinetics of the selective prostacyclin receptor agonist selexipag in rats, dogs and monkeys[J]. Xenobiotica, 2018, 48(2): 186-196. doi: 10.1080/00498254.2017.1294277
[26] Wagner C, Hois V, Taschler U, et al. KIAA1363-a multifunctional enzyme in xenobiotic detoxification and lipid ester hydrolysis[J]. Metabolites, 2022, 12(6): 516. doi: 10.3390/metabo12060516
[27] Honda S, Fukami T, Tsujiguchi T, et al. Hydrolase activities of Cynomolgus monkey liver microsomes and recombinant CES1, CES2, and AADAC[J]. Eur J Pharm Sci, 2021, 161: 105807. doi: 10.1016/j.ejps.2021.105807
[28] Kobayashi Y, Fukami T, Shimizu M, et al. Contributions of arylacetamide deacetylase and carboxylesterase 2 to flutamide hydrolysis in human liver[J]. Drug Metab Dispos, 2012, 40(6): 1080-1084. doi: 10.1124/dmd.112.044537
[29] Hammid A, Fallon JK, Lassila T, et al. Activity and expression of carboxylesterases and arylacetamide deacetylase in human ocular tissues[J]. Drug Metab Dispos, 2022, 50(12): 1483-1492. doi: 10.1124/dmd.122.000993
[30] Watanabe A, Fukami T, Takahashi S, et al. Arylacetamide deacetylase is a determinant enzyme for the difference in hydrolase activities of phenacetin and acetaminophen[J]. Drug Metab Dispos, 2010, 38(9): 1532-1537. doi: 10.1124/dmd.110.033720
[31] Honda S, Fukami T, Hirosawa K, et al. Differences in hydrolase activities in the liver and small intestine between marmosets and humans[J]. Drug Metab Dispos, 2021, 49(9): 718-728. doi: 10.1124/dmd.121.000513
[32] Sun RQ, Lin ZF, Wang XY, et al. Correction: AADAC protects colorectal cancer liver colonization from ferroptosis through SLC7A11-dependent inhibition of lipid peroxidation[J]. J Exp Clin Cancer Res, 2022, 41(1): 313. doi: 10.1186/s13046-022-02508-w
[33] Kobayashi Y, Fukami T, Nakajima A, et al. Species differences in tissue distribution and enzyme activities of arylacetamide deacetylase in human, rat, and mouse[J]. Drug Metab Dispos, 2012, 40(4): 671-679. doi: 10.1124/dmd.111.043067
[34] Kurokawa T, Fukami T, Yoshida T, et al. Arylacetamide deacetylase is responsible for activation of prasugrel in human and dog[J]. Drug Metab Dispos, 2016, 44(3): 409-416. doi: 10.1124/dmd.115.068221
[35] Mahomoodally F, Abdallah HH, Suroowan S, et al. In silico exploration of bioactive phytochemicals against neurodegenerative diseases via inhibition of cholinesterases[J]. Curr Pharm Des, 2020, 26 (33): 4151-4162.
[36] Silman I. The multiple biological roles of the cholinesterases[J]. Prog Biophys Mol Biol, 2021, 162: 41-56. doi: 10.1016/j.pbiomolbio.2020.12.001
[37] Gok M, Cicek C, Sari S, et al. Novel activity of human BChE: lipid hydrolysis[J]. Biochimie, 2023, 204: 127-135. doi: 10.1016/j.biochi.2022.09.008
[38] Bodur E, Cokuğraş AN, Tezcan EF. Inhibition effects of benactyzine and drofenine on human serum butyrylcholinesterase[J]. Arch Biochem Biophys, 2001, 386(1): 25-29. doi: 10.1006/abbi.2000.2188
[39] Atay MS, Sari S, Bodur E. Molecular and computational analysis identify statins as selective inhibitors of human butyrylcholinesterase[J]. Protein J, 2023, 42(2): 104-111. doi: 10.1007/s10930-023-10090-z
[40] Cao MD, Luo XY, Wu KM, et al. Targeting lysosomes in human disease: from basic research to clinical applications[J]. Signal Transduct Target Ther, 2021, 6(1): 379. doi: 10.1038/s41392-021-00778-y
[41] Stoka V, Vasiljeva O, Nakanishi H, et al. The role of cysteine protease cathepsins B, H, C, and X/Z in neurodegenerative diseases and cancer[J]. Int J Mol Sci, 2023, 24(21): 15613. doi: 10.3390/ijms242115613
[42] Mohamed MM, Sloane BF. Cysteine cathepsins: multifunctional enzymes in cancer[J]. Nat Rev Cancer, 2006, 6(10): 764-775. doi: 10.1038/nrc1949
[43] Li DP, Sun XY, Li YQ, et al. AGCM-22, a novel cetuximab-based EGFR-targeting antibody-drug-conjugate with highly selective anti-glioblastoma efficacy[J]. Bioorg Med Chem, 2024, 102: 117657. doi: 10.1016/j.bmc.2024.117657
[44] Satsangi A, Roy SS, Satsangi RK, et al. Design of a paclitaxel prodrug conjugate for active targeting of an enzyme upregulated in breast cancer cells[J]. Mol Pharm, 2014, 11(6): 1906-1918. doi: 10.1021/mp500128k
[45] Kozminski KD, Selimkhanov J, Heyward S, et al. Contribution of extrahepatic aldehyde oxidase activity to human clearance[J]. Drug Metab Dispos, 2021, 49(9): 743-749. doi: 10.1124/dmd.120.000313
[46] Busby RW, Cai XK, Yang S, et al. Metopimazine is primarily metabolized by a liver amidase in humans[J]. Pharmacol Res Perspect, 2022, 10(1): e00903. doi: 10.1002/prp2.903
[47] Schofield PC, Robertson IG, Paxton JW. Inter-species variation in the metabolism and inhibition of N-[(2'-dimethylamino)ethyl] acridine-4-carboxamide (DACA) by aldehyde oxidase[J]. Biochem Pharmacol, 2000, 59(2): 161-165. doi: 10.1016/S0006-2952(99)00323-8
[48] Pertwee RG. Elevating endocannabinoid levels: pharmacological strategies and potential therapeutic applications[J]. Proc Nutr Soc, 2014, 73(1): 96-105. doi: 10.1017/S0029665113003649
[49] van Egmond N, Straub VM, van der Stelt M. Targeting endocannabinoid signaling: FAAH and MAG lipase inhibitors[J]. Annu Rev Pharmacol Toxicol, 2021, 61: 441-463. doi: 10.1146/annurev-pharmtox-030220-112741
[50] Rabbani G, Ahn SN. Structure, enzymatic activities, glycation and therapeutic potential of human serum albumin: a natural cargo[J]. Int J Biol Macromol, 2019, 123: 979-990. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2018.11.053
[51] De Simone G, di Masi A, Ascenzi P. Serum albumin: a multifaced enzyme[J]. Int J Mol Sci, 2021, 22(18): 10086. doi: 10.3390/ijms221810086
[52] Kono K, Fukuchi Y, Okawa H, et al. Unique hydrolysis of an ester-type prodrug of levodopa in human plasma: relay-type role sharing between alpha-1 acid glycoprotein and human serum albumin[J]. Mol Pharm, 2019, 16(10): 4131-4138. doi: 10.1021/acs.molpharmaceut.9b00435
[53] Watanabe H, Tanase S, Nakajou K, et al. Role of arg-410 and Tyr-411 in human serum albumin for ligand binding and esterase-like activity[J]. Biochem J, 2000, 349 (Pt 3): 813-819.
[54] Sun L, Mi K, Hou YX, et al. Pharmacokinetic and pharmacodynamic drug-drug interactions: research methods and applications[J]. Metabolites, 2023, 13(8): 897. doi: 10.3390/metabo13080897
[55] Tsugoshi Y, Watanabe Y, Tanikawa Y, et al. Inhibitory effects of organophosphate esters on carboxylesterase activity of rat liver microsomes[J]. Chem Biol Interact, 2020, 327: 109148. doi: 10.1016/j.cbi.2020.109148
[56] Khidkhan K, Poapolathep S, Kulprasertsri S, et al. Comparative in vitro biotransformation of fipronil in domestic poultry using liver microsome[J]. J Vet Sci, 2022, 23(6): e82. doi: 10.4142/jvs.22178
[57] Wang XW, He B, Shi J, et al. Comparative proteomics analysis of human liver microsomes and S9 fractions[J]. Drug Metab Dispos, 2020, 48(1): 31-40. doi: 10.1124/dmd.119.089235
[58] Qiao SD, Feng SS, Wu ZT, et al. Functional proliferating human hepatocytes: in vitro hepatocyte model for drug metabolism, excretion, and toxicity[J]. Drug Metab Dispos, 2021, 49(4): 305-313. doi: 10.1124/dmd.120.000275
[59] Wang HB, Brown PC, Chow ECY, et al. 3D cell culture models: drug pharmacokinetics, safety assessment, and regulatory consideration[J]. Clin Transl Sci, 2021, 14(5): 1659-1680. doi: 10.1111/cts.13066
[60] Marsee A, Roos FJM, Verstegen MMA, et al. Building consensus on definition and nomenclature of hepatic, pancreatic, and biliary organoids[J]. Cell Stem Cell, 2021, 28(5): 816-832. doi: 10.1016/j.stem.2021.04.005
[61] Heydari Z, Moeinvaziri F, Agarwal T, et al. Organoids: a novel modality in disease modeling[J]. Biodes Manuf, 2021, 4(4): 689-716. doi: 10.1007/s42242-021-00150-7
[62] Miller CO, Cao J. Probing hepatic glucose metabolism via 13C NMR spectroscopy in perfused livers-applications to drug development[J]. Metabolites, 2021, 11(11): 712. doi: 10.3390/metabo11110712
[63] Blondeel J, Gilbo N, Wylin T, et al. Porcine normothermic isolated liver perfusion[J]. J Vis Exp, 2023(196): (196).
[64] Czuba LC, Wu X, Huang WZ, et al. Altered vitamin A metabolism in human liver slices corresponds to fibrogenesis[J]. Clin Transl Sci, 2021, 14(3): 976-989. doi: 10.1111/cts.12962
[65] Davies M, Peramuhendige P, King L, et al. Evaluation of in vitro models for assessment of human intestinal metabolism in drug discovery[J]. Drug Metab Dispos, 2020, 48(11): 1169-1182. doi: 10.1124/dmd.120.000111
[66] Chen X, Yu FJ, Guo XL, et al. Clock gene Bmal1 controls diurnal rhythms in expression and activity of intestinal carboxylesterase 1[J]. J Pharm Pharmacol, 2021, 73(1): 52-59. doi: 10.1093/jpp/rgaa035
[67] Li AP. In vitro human cell-based experimental models for the evaluation of enteric metabolism and drug interaction potential of drugs and natural products[J]. Drug Metab Dispos, 2020, 48(10): 980-992. doi: 10.1124/dmd.120.000053
[68] Li AP, Alam N, Amaral K, et al. Cryopreserved human intestinal mucosal epithelium: a novel in vitro experimental system for the evaluation of enteric drug metabolism, cytochrome P450 induction, and enterotoxicity[J]. Drug Metab Dispos, 2018, 46(11): 1562-1571. doi: 10.1124/dmd.118.082875
[69] Tian CM, Yang MF, Xu HM, et al. Stem cell-derived intestinal organoids: a novel modality for IBD[J]. Cell Death Discov, 2023, 9(1): 255. doi: 10.1038/s41420-023-01556-1
[70] Cavallero A, Puccini P, Aprile V, et al. Presence, enzymatic activity, and subcellular localization of paraoxonases 1, 2, and 3 in human lung tissues[J]. Life Sci, 2022, 311 (Pt A): 121147.
[71] Liu SB, Wang ZT, Tian X, et al. Predicting the effects of CYP2C19 and carboxylesterases on vicagrel, a novel P2Y12 antagonist, by physiologically based pharmacokinetic/pharmacodynamic modeling approach[J]. Front Pharmacol, 2020, 11: 591854. doi: 10.3389/fphar.2020.591854
[72] Parker RB, Casey Laizure S. The effect of ethanol on oral cocaine pharmacokinetics reveals an unrecognized class of ethanol-mediated drug interactions[J]. Drug Metab Dispos, 2010, 38(2): 317-322. doi: 10.1124/dmd.109.030056
[73] Zhu T, Wu Y, Li XM, et al. Vicagrel is hydrolyzed by Raf kinase inhibitor protein in human intestine[J]. Biopharm Drug Dispos, 2022, 43(6): 247-254. doi: 10.1002/bdd.2340
[74] Xu AN, He F, Zhang XN, et al. Tacrine-hydroxamate derivatives as multitarget-directed ligands for the treatment of Alzheimer’s disease: design, synthesis, and biological evaluation[J]. Bioorg Chem, 2020, 98: 103721. doi: 10.1016/j.bioorg.2020.103721
[75] Mijanović O, Branković A, Panin AN, et al. Cathepsin B: a sellsword of cancer progression[J]. Cancer Lett, 2019, 449: 207-214. doi: 10.1016/j.canlet.2019.02.035
计量
- 文章访问数: 80
- HTML全文浏览量: 26
- PDF下载量: 17
